Welche Enzyme charakterisieren den Zustand des Bodens? Enzymatische Aktivität von Böden. Eigenschaften von Bodenenzymen

Die Stoffwechsel- und Energieprozesse beim Abbau und der Synthese organischer Verbindungen, der Übergang schwer verdaulicher Nährstoffe in für Pflanzen und Mikroorganismen leicht zugängliche Formen erfolgen unter Beteiligung von Enzymen.

Das Enzym Invertase (a-Fructofuranosidase) katalysiert den Abbau verschiedener Kohlenhydrate in Glucose- und Fructosemoleküle.

Viele Daten bestätigen den Zusammenhang zwischen der Aktivität der Invertase und der biologischen Aktivität des Bodens, dem Gehalt an organischer Substanz darin, dem Ertrag von Feldfrüchten und Veränderungen im Boden während der landwirtschaftlichen Nutzung (Khaziev F.Kh., 1972; Galstyan A.Sh., 1978; Vasilyeva L.I., 1980).

Mit zunehmender Pflugtiefe nahm die Aktivität der Invertase in der oberen Bodenschicht etwas ab, was durch die Erschöpfung dieser Bodenschicht erklärt wird, da beim Tiefpflügen der Großteil der Pflanzenreste in die unteren Schichten eingelagert wird. Die Ansammlung der meisten Nachernterückstände in der oberen Bodenschicht während des Anbaus ohne Streichholz führt zu einem Rückgang der Invertaseaktivität in der 30–40 cm dicken Schicht bis zum Ende der Pflanzenwachstumsperiode um 5–15 %.

Vor einem gedüngten Hintergrund erhöhte sich die Invertaseaktivität erst nach dem Pflügen um durchschnittlich 5 %. Bei Bodenbearbeitungsmethoden ohne Streichblech hatten Düngemittel keinen Einfluss auf die Aktivität dieses Enzyms.

Die Wirkung der Urease ist mit der hydrolytischen Spaltung der Bindung zwischen Stickstoff und Kohlenstoff (CO-IN) in den Molekülen stickstoffhaltiger organischer Verbindungen verbunden. Daher stellen viele Forscher einen positiven Zusammenhang zwischen der Ureaseaktivität und dem Stickstoff- und Humusgehalt im Boden fest. Die Ureaseaktivität hängt jedoch nicht nur von der Gesamtmenge des Humus ab, sondern auch von seiner Qualität, die hauptsächlich mit dem Wert des Kohlenstoff-Stickstoff-Verhältnisses (C: 14) korreliert. Organisches Material mit dem größten Kohlenstoff-Stickstoff-Verhältnis entspricht der höchsten Urease-Aktivität; mit abnehmendem Kohlenstoff-Stickstoff-Verhältnis nimmt auch die Enzymaktivität ab. Dies ist laut V.D. Mukha und L.I. Vasilyeva weist auf die regulierende Wirkung von Urease auf die Umwandlungsprozesse stickstoffhaltiger organischer Verbindungen im Boden hin. In unseren Studien zeigte sich unter den Varianten des Streichholzanbaus die höchste Ureaseaktivität beim Pflügen bis zu einer Tiefe von 20–22 cm. Eine tiefere Kultivierung führte zu einem deutlichen Rückgang der Aktivität dieses Enzyms. So wurde zu Beginn der Vegetationsperiode der Pflanzen beim Pflügen in einer Tiefe von 35–37 cm in einer Bodenschicht von 0–40 cm 20 % weniger Ammoniak freigesetzt als beim Pflügen in einer normalen Tiefe von 20–22 cm (Durchschnitt für 1980–1982). mg YN 3 pro 1 g lufttrockener Erde).

Die Intensität und Richtung der Umwandlungsprozesse organischer Stoffe im Boden wird auch durch die Aktivität der Redoxenzyme Polyphenoloxidase und Peroxidase bestimmt. Polyphenoloxidase ist an der Umwandlung organischer Verbindungen der aromatischen Reihe in Humusbestandteile beteiligt (Mishustin E.N. et al., 1956, Kononova M.M., 1963, 1965). Beim Abbau von Huminstoffen kommt Peroxidase und Katalase eine große Bedeutung zu (Nikitin D.I., 1960). Forscher stellen eine hohe positive Korrelation zwischen dem Humusabbau und der Peroxidaseaktivität sowie eine fast funktionelle negative Beziehung mit der Aktivität der Polyphenoloxidase fest (Chunderova A.I., 1970, Dulgerov A.N., 1981). Die entgegengesetzte Richtung der Funktionen von Peroxidase und Polyphenoloxidase und der einzige Zweck ihrer Anwendung ermöglichten es der K.I. Chunderova schlug das Konzept des „Humusakkumulationskoeffizienten“ vor, dessen Wert durch das Verhältnis der Polyphenoloxidase-Aktivität des Bodens zur Peroxidase-Aktivität bestimmt wird.

Nach unseren Untersuchungen ist eine Erhöhung der Pflugtiefe von 20–22 cm auf 35–37 cm und die Verwendung von Bodenbearbeitung ohne Streichblech mit einem Flachschneider, einem Pflug ohne Streichbleche, einem Meißel, einem Parapflug-Werkzeug, SibIME-Racks usw. möglich sowie bei der Bodenbearbeitung mit dem „No-moldboard“-Typ führten zu einem Anstieg der Peroxidase-Aktivität um 4–6 % und einem Rückgang der Polyphenoloxidase-Aktivität um 4–5 % (Tabelle 15). Der Humusakkumulationskoeffizient verringerte sich um 8-10 %.

15. Aktivität von Peroxidase und Polyphenoloxidase in der Bodenschicht 0–40 cm unter Erbsen, mg Purpurgallin pro 100 g lufttrocken

Boden in 30 Minuten. (1980-1982)

Optionen
		Peroxid-	Polyphäno- loxidase	Ersparnisse	Peroxid-	Polyphäno- loxidase	Ersparnisse
Jährlich	mit Düngemitteln
	keine Düngemittel
Jährlich	mit Düngemitteln
	keine Düngemittel
Jährlich Behandlung Ploskore	mit Düngemitteln
	keine Düngemittel
Die Lagerstätte wurde seit 1885 nicht mehr gemäht

Die Forschung hat einen Zusammenhang zwischen dem Humusakkumulationskoeffizienten und dem Verhältnis der Anzahl der Mikroorganismen, die mineralischen Stickstoff assimilieren, zur Anzahl der Mikroorganismen, die Stickstoff aus organischen Verbindungen assimilieren (CAA: MPA), festgestellt. Der Korrelationskoeffizient zwischen den beiden Indikatoren beträgt -0,248 ± 0,094. Ein Anstieg des ersten Indikators führt in vielen Fällen zu einem Rückgang des letzteren und umgekehrt, was das Bestehen eines Zusammenhangs zwischen der Struktur der mikrobiellen Zönose und der Richtung des Prozesses der biochemischen Umwandlung organischer Bodensubstanz bestätigt. Das Verhältnis dieser beiden Koeffizienten kann offenbar die Richtung des Kultur- und Bodenbildungsprozesses charakterisieren.

Dies lässt den Schluss zu, dass sich die durch die Aktivität von Peroxidase und Polyphenoloxidase verursachte Umwandlung organischer Bodensubstanz bei tieferem Pflügen und Bodenbearbeitung ohne Rotation der Schicht in Richtung eines verstärkten Humusabbaus verschiebt (Abb. 5).

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Reis. 5. Der Einfluss verschiedener Methoden und der Tiefe der Hauptbehandlung auf die Aktivität der Peroxidase in der Bodenschicht von 0–40 cm während des Zeitraums von 2–4 Paaren echter Blätter bei Sonnenblumen, mg Purpurgallin pro 1 g luftgetrocknet Boden (1989-1991)

Das Enzym Katalase nimmt einen bestimmten Platz in der Richtung und Intensität der im Boden ablaufenden biochemischen Prozesse ein. Aufgrund seiner aktivierenden Wirkung spaltet Wasserstoffperoxid in Wasser und freien Sauerstoff. Es wird angenommen, dass Katalase zusammen mit Peroxidase an Reaktionen vom Peroxidase-Typ beteiligt sein kann, bei denen reduzierte Verbindungen oxidiert werden. In den Experimenten des Forschungsinstituts für Agrarwissenschaften wurde die zentrale Notanlage nach ihr benannt. V.V. Dokuchaev hat die Abhängigkeit der Katalaseaktivität von der Tiefe oder den Methoden der grundlegenden Bodenbearbeitung nicht nachgewiesen. Allerdings wurde mit zunehmender Pflugtiefe über 25–27 cm sowie bei der Bodenbearbeitung ohne Bodenrotation ein deutlicher Anstieg der Katalaseaktivität im Vergleich zum Pflügen auf eine Tiefe von 20–22 cm und 25–27 cm beobachtet.

Ziel der Arbeit ist die Bestimmung der biologischen Aktivität von Böden in unterschiedlichen Entfernungen von der Straße mithilfe von vier Enzymsystemen: Dehydrogenasen, Katalase, Invertase, Urease.

Grundlegendes Konzept

Bodenenzymologische Methoden ermöglichen es, nicht den quantitativen Gehalt an Enzymen im Boden zu bestimmen, sondern die Aktivität von Enzymen, die überwiegend in adsorbiertem (immobilisiertem) Zustand auf der Oberfläche von Bodenkolloiden und teilweise in der Bodenlösung vorliegen.

Das Prinzip der Methode zur Bestimmung der Aktivität von Bodenenzymen basiert auf der Berücksichtigung der Menge des während des Reaktionsprozesses verarbeiteten Substrats bzw. des resultierenden Reaktionsprodukts unter optimalen Bedingungen von Temperatur, pH-Wert und Substratkonzentration.

Enzyme aus der Klasse der Oxidoreduktasen katalysieren Redoxreaktionen, die bei biochemischen Prozessen in den Zellen lebender Organismen sowie im Boden eine führende Rolle spielen. Die häufigsten Oxidoreduktasen in Böden sind Katalase und Dehydrogenasen, deren Aktivität ein wichtiger Indikator für die Bodengenese ist.

Katalase zerlegt zelltoxisches Wasserstoffperoxid in Wasser und molekularen Sauerstoff, der bei der Atmung lebender Organismen durch verschiedene biochemische Oxidationsreaktionen organischer Substanzen entsteht.

Die Katalaseaktivität wird durch die gasometrische Methode basierend auf dem freigesetzten Sauerstoffvolumen bestimmt, basierend auf der Messung der Zersetzungsrate von Wasserstoffperoxid während seiner Wechselwirkung mit dem Boden.

Dehydrogenasen sind Enzyme, die am Atmungsprozess beteiligt sind, indem sie Wasserstoff aus oxidierbaren Substraten entfernen. Einige Dehydrogenasen übertragen Wasserstoff direkt auf molekularen Sauerstoff, andere auf einige Akzeptoren, beispielsweise auf Chinone und Methylenblau.

Zur Bestimmung der Aktivität der Dehydrogenase werden als Wasserstoffakzeptor farblose Tetrazoliumsalze (2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)) verwendet, die zu roten Formazanverbindungen (Triphenylformazan (TFF)) reduziert werden.

Hydrolasen führen Hydrolysereaktionen einer Vielzahl komplexer organischer Verbindungen durch und wirken dabei auf verschiedene Bindungen: Ester, Glucosid, Amid, Peptid usw. Zu dieser Klasse gehören die Enzyme Invertase, Urease usw., deren Aktivität ein wichtiger Indikator für die biologische Aktivität ist Aktivität von Böden und wird häufig zur Bewertung anthropogener Auswirkungen verwendet.

Invertase wirkt auf die p-Fructofuranosid-Bindung in Saccharose, Raffinose und Stachyose und spaltet Saccharose in äquimolare Mengen an Glucose und Fructose.

Die photokolorimetrische Bestimmung der Invertaseaktivität basiert auf der Berücksichtigung der reduzierenden Zucker, die beim Abbau von Saccharose entstehen.

Der Abbau organischer stickstoffhaltiger Verbindungen erfolgt unter direkter Beteiligung extrazellulärer Enzyme. Ammoniak, das bei der Urease-Aktivität entsteht, dient als Nahrungsquelle für Pflanzen.

Urease katalysiert die Hydrolyse von Harnstoff. Die Endprodukte der Hydrolyse sind Ammoniak und Kohlendioxid. Harnstoff gelangt über Pflanzenreste, Mist und als Stickstoffdünger in den Boden; Es entsteht auch im Boden selbst als Zwischenprodukt bei der Umwandlung stickstoffhaltiger organischer Verbindungen – Proteine ​​und Nukleinsäuren.

Bestimmung der Katalaseaktivität

Ausrüstung und Reagenzien:

System zur Gasometrie (Abb. 8); 10 %ige Lösung von H 2 O 2; CaCO e.

Reis. 8 - Anlage zur gasometrischen Bestimmung der Katalaseaktivität in Bodenproben:

1 - Kolben, 2 - Bürette, 3 - Adapter, 4 - Kolben mit Wasser

Arbeitsauftrag

1. 1 g gesiebte Erde in einen 100-cm³-Kolben geben und 0,5 g CaCO 3 hinzufügen.

2. Stellen Sie mit einer Pinzette vorsichtig ein kleines Glas mit 1,7 cm 3 10 %iger Wasserstoffperoxidlösung auf den Boden.

3. Befeuchten Sie eine Bodenprobe mit 4 cm 3 destilliertem Wasser.

4. Verschließen Sie den Kolben fest mit einem Gummistopfen und einem Schlauch, der mit dickwandigem Gummi über ein T-Stück mit Klemme mit der Bürette verbunden ist. Die Bürette kommuniziert mit der Glühbirne. Bürette und Kolben sind mit Wasser gefüllt. In ihnen wird der Wasserstand ausgeglichen und die Birne auf einer bestimmten Höhe fixiert.

5. Markieren Sie mit einer Stoppuhr den Beginn des Experiments in dem Moment, in dem das Gefäß mit Wasserstoffperoxid umgekippt wird, und schütteln Sie anschließend den Inhalt des Kolbens. Das Schütteln der Mischung sollte während des gesamten Experiments fortgesetzt werden, ohne den Boden des Kolbens direkt mit den Händen zu berühren. Der freigesetzte Sauerstoff verdrängt Wasser aus der Bürette, deren Füllstand notiert wird.

6. Die freigesetzte Menge an molekularem Sauerstoff wird 1 Minute lang bei einer Temperatur von 18-20 0 C berücksichtigt.

7. Die Katalaseaktivität wird im Volumen (cm 3) des pro 1 g Boden pro Minute freigesetzten Sauerstoffs ausgedrückt. Bestimmungsfehler bis zu 5 %.

8. Führen Sie ähnliche Verfahren mit allen Bodenproben durch.

9. Laut Tabelle. 15 Beurteilen Sie den Sättigungsgrad der untersuchten Böden mit Katalase .

Tisch 15 ‑ Skala zur Beurteilung des Grades der Bodenanreicherung mit Enzymen

Grad der Bodenanreicherung	Katalase, O 2 cm 3 /g in 1 Min	Dehydrogenase, mg TPP pro 10 g pro 24 Stunden	Invertase, mg Glucose pro 1 g pro 24 Stunden	Urease, mg NH 4, pro 10 g pro 24 Stunden	Phosphotase, mg P 2 O 3 pro 10 g pro 1 Stunde
Sehr arm	< 1	<1	<5	<3	<0,5
Arm	1-3	1-3	5-15	3-10	0,5-1,5
Durchschnitt	3-10	3-10	15-50	10-30	1,5-5,0
Reich	10-30	10-30	50-150	30-100	5-15
Sehr reich	>30	>30	> 150	> 100	> 15

Bestimmung der Dehydrogenase-Aktivität

Instrumente, Geschirr, Reagenzien:

Fotokolorimeter; Millimeterpapier; 0,1 M Glucoselösung; 1 %ige Lösung von 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC); CaCO 3; Ethanol; Triphenylformazan (TFF).

Arbeitsauftrag

1. Geben Sie 1 g lufttrockenen Boden aus jeder Probe in Reagenzgläser, geben Sie 10 mg (an der Spitze eines Spatels) CaCO 3 , 1 cm 3 0,1 M Glucoselösung und 1 cm 3 1 % TTX-Lösung hinzu; Mischen Sie den Inhalt jedes Reagenzglases gründlich.

2. Stellen Sie die Reagenzgläser in einen Anaerostaten und pumpen Sie die Luft mit einer Pumpe bei einem Vakuum von 10-12 mm Hg ab. Kunst. innerhalb von 2-3 Minuten. Anschließend 24 Stunden bei 30 0 C inkubieren.

3. Nach Ablauf der Inkubationszeit den Inhalt der Röhrchen mit 25 cm 3 Ethylalkohol in 3-4 Dosen extrahieren. Geben Sie dazu eine kleine Menge Alkohol in ein Reagenzglas und schütteln Sie es 5 Minuten lang, bis eine rote Farbe erscheint. Lassen Sie es absetzen und filtern Sie die Untergrundflüssigkeit durch einen Papierfilter. Geben Sie die nächste Portion Alkohol in das Reagenzglas.

4. Kolorimeter der resultierenden gefärbten Formazanlösung mit einem FEC mit einem blauen Filter (500–600 nm).

5. Berechnen Sie die Formazanmenge in Milligramm anhand der Standardkurve. Bereiten Sie dazu eine Standardlösung von Formazan in Ethylalkohol mit einer Konzentration von 0,1 mg pro 1 cm3 vor. Bereiten Sie Arbeitslösungen zur Erstellung der Kurve vor, indem Sie die Standardlösung verdünnen (ca. 5 Punkte). Zeichnen Sie im System eine Standardkurve auf Millimeterpapier: optische Dichte bei einer Wellenlänge von 500-600 nm - Konzentration von Formazan in Alkohol.

6. Berechnen Sie die Dehydrogenase-Aktivität. Laut Tabelle 15 Beurteilen Sie den Sättigungsgrad der untersuchten Böden mit Dehydrogenase.

Datenverarbeitung

Die Dehydrogenaseaktivität (X) wird in Milligramm TPP pro 10 g Boden pro Tag gemäß der Formel ausgedrückt:

wobei V das Gesamtvolumen des Filtrats ist, 25 cm3;

10 - Umrechnungsfaktor für Bodengewicht, g;

v ist das Produkt der Volumina von Substrat und Reagenz, 1 cm3;

A – aus der Kalibrierungskurve ermittelte TPP-Menge, mg/cm3. Der Bestimmungsfehler beträgt bis zu 8 %.

Bestimmung der Invertaseaktivität

Instrumente, Geschirr, Reagenzien:

Fotokolorimeter; 5 % Saccharoselösung; Acetatpuffer (pH 4,7); Toluol; Felling-Lösung: a – 40 g CuSO 4 × 5H 2 O in Wasser gelöst und auf 1 dm 3 eingestellt, durch einen Papierfilter filtriert, b – 200 g Rochelle-Salz (C 4 H 4 O 6 KNa × 4H 2 O) gelöst In destilliertem Wasser 150 g KOH hinzufügen und auf 1 dm 3 einstellen

Arbeitsauftrag

1. 5 g jeder Bodenprobe in Kolben mit einem Fassungsvermögen von 50 cm 3 geben, 10 cm 3 einer 5 %igen Saccharoselösung, 10 ml Acetatpuffer (pH 4,7) und 5-6 Tropfen Toluol hinzufügen.

2. Verschließen Sie die Kolben mit Stopfen, schütteln Sie sie, stellen Sie sie 24 Stunden lang in einen Thermostaten bei einer Temperatur von 30 °C und schütteln Sie sie regelmäßig.

3. Nach der Inkubation den Inhalt der Kolben in 25 cm 3 Messkolben filtrieren. Aufs Ziel bringen.

4. Von den Filtraten 6 cm 3 in große Reagenzgläser geben, 3 cm 3 einer Rochelle-Salzlösung und 3 cm 3 einer Kupfersulfatlösung hinzufügen, gut mischen und 10 Minuten im Wasserbad kochen. Es entsteht ein roter Niederschlag.

5. Kühlen Sie die Reagenzgläser mit der Lösung in Wasser ab und filtern Sie den Inhalt in große Reagenzgläser. Das transparente Filtrat wird auf FEC unter Verwendung eines Lichtfilters mit einer Wellenlänge von 630 nm und einer Küvettenbreite von 1 cm kolorimeteriert.

6. Um eine Kalibrierungskurve zu erhalten, bereiten Sie eine Standardlösung vor: 6 mg Glucose pro 1 cm3. Bereiten Sie eine Reihe von Lösungen durch Verdünnung vor. Photokolorimeter und zeichnen Sie eine Kurve: optische Dichte – Glukosekonzentration in 1 cm 3.

7. Berechnen Sie die Aktivität anhand der Tabelle. 15 Beurteilen Sie den Sättigungsgrad der untersuchten Böden mit Invertase.

Datenverarbeitung

Die Invertaseaktivität (X) wird in Milligramm Glucose pro 1 g Boden pro 24 Stunden gemäß der Formel ausgedrückt:

wobei A die aus der Kalibrierungskurve und der optischen Dichte ermittelte Glucosemenge ist, mg/cm 3 ;

m - Bodenprobe, 5 g;

V – Gesamtvolumen des Filtrats, 25 cm3;

v - zur Analyse entnommenes Filtratvolumen, 6 cm3.

Bestimmungsfehler - bis zu 5 %.

Bestimmung der Ureaseaktivität von Böden

Instrumente, Geschirr, Reagenzien:

Fotokolorimeter; 2 % Harnstofflösung in Phosphatpuffer (pH = 6,7); 50 % Rochelle-Salzlösung; 50 %ige Lösung von CCl 3 COOH (Trichloressigsäure); 1%ige Lösung von KS1; Nessler-Reagenz; Standardlösung NH 4 C1.

Arbeitsauftrag

1. 5 g luftgetrocknete Erde in Kolben mit einem Fassungsvermögen von 100 cm 3 geben, 20 cm 3 einer 2 %igen Harnstofflösung in Phosphatpuffer (pH 6,7) und 200 μl Toluol hinzufügen.

2. Verschließen Sie die Kolben gut und stellen Sie sie 4 Stunden lang in einen Thermostaten bei einer Temperatur von 37 °C.

3. Nach der Belichtung 1 cm 3 50 %ige Trichloressigsäurelösung zugeben.

4. Um absorbiertes Ammoniak aus dem Boden zu verdrängen, fügen Sie 50 cm 3 1 N hinzu. Kaliumchloridlösung.

5. Filtern Sie den Inhalt der Kolben.

6. 2 cm 3 des Filtrats in 50 cm 3-Messkolben geben, mit Wasser auf 30 cm 3 verdünnen, dann 2 cm 3 einer 50 %igen Rochelle-Salzlösung und 2 cm 3 Nessler-Reagenz hinzufügen. Füllen Sie die Kolben bis zur Markierung mit Wasser, mischen Sie und messen Sie die gefärbte Lösung bei einer Wellenlänge von 400 nm.

8. Berechnen Sie die Urease-Aktivität.

9. Laut Tabelle. 15 Beurteilen Sie den Sättigungsgrad der untersuchten Böden mit Urease.

Datenverarbeitung

Die Urease-Aktivität (X) wird in Milligramm N-NH 4 pro 1 g Boden in 4 Stunden gemäß der Formel ausgedrückt:

V – Gesamtvolumen des Filtrats, 50 cm3;

m - Bodenprobe, 5 g.

Fragen zum Selbststudium:

1. Was ist Katalaseaktivität?

2. Definieren Sie die Invertaseaktivität.

3. Beschreiben Sie die Ureaseaktivität.

4. Was ist eine Puffermischung?

5. Prinzip und Wesen der Methode zur Bestimmung der Aktivität von Bodenenzymen.

6. Methodik zum Sammeln von Bodenproben.

ANWENDUNGEN

Tabelle 1 – Ungefähre Liste der Organismen – Indikatoren für Saprobie

Organismen	Saprobie
Filamentöse Bakterien:
Sphaerotilus natans	R
Beggiatoa sp.	R
Thiothrix sp.	R
Pilze:
Leptomitus lacteus	α
Mucor racemosus	α
Fusarium aquaeductum	R
Seetang:
Blau Grün:
Anabaena flos aquae	β
Microcystis aeruginosa	β
Aphanizomenon flos aquae	β
Oscillatorla tenuis	α
Kieselalgen	-
Cymbella cesati	Ö
Oomphonema cevli	Ö
Melostra granulata	β
Navicula angustata	α
Navicula apiculata	α
Synedra acus	β
Synedra ulna	β
Nitzschia palea	α
Euglenaceae:
Euglena acus	β
Euglena viridis	R
Euglena deses	α
grün und Protokokken:
Volvox-Globator	o-β
Ankistrodesmus falcatus	β-α
Crucigenta rechteckigis	a-β
Scenedesmus quadricauda	β
Draparnaldia sp.	Ö
Ulothrix zonata	Ö
Stlgeoclonium tenue	α
Tiere:
Amöbe:
Pelornyxa palustris	R

Organismen	Saprobie
Ciliaten:
Kolpidium, Campylum	P
Colpllum colpoda	P
Euplotes charon	β
Chlodon cucullus	P
Opercularia coaretata	α
Paramecium caudatum	α
Spirostomum amblguum	α
Stentor coeruleus	α
Vortlcella convallarla	α
Vorticella-Mikrostom	P
Podophrya fixa	α
Rädertierchen:
Kellcottia longispina (syn. Notholca Iongispina)	Ö
Keratella cochlearls	β
Keratella quadrata	β
Leukane Mondlebewesen (syn. Monostyla-Mondlebewesen)	β
Rotaria rotatoria (syn. Rädertierchen vulgaris)	α
Oligochaeten:
Limnodrilus hofmelsterl	P
Wanne, falls ex tublfex	P
Stylarla lacustris	β
Krebstiere:
Daplmla magna	α
Daphnla pulex	α
Leptodora kindtli	Ö
Eudiaptomus gracilis	Ö
Astacus fluviatilis	Ö
Insekten:
Caenls macrura	Ö
Heptagenia coerulana	β
Chironomus plumosus	R
Fisch:
Brachsen:	β
Barbe	β
Forelle	Ö
Schleie	β-α

Tabelle 2 – Häufigkeitsskala für die Umwandlung von Organismen in 100 Feldern pro Häufigkeit

Frequenzwert	Mikrobenthos	Verschmutzung
Daten zählen	Betrag in 100 Feldern
1. Größenkategorie
	Nicht mehr als 1 in jedem 2. Gesichtsfeld. Nicht mehr als 2 im Gesichtsfeld. Nicht mehr als 10 im Gesichtsfeld. Nicht mehr als 30 im Gesichtsfeld. Nicht mehr als 60 im Gesichtsfeld. Mehr als 60 im Gesichtsfeld	Nicht mehr als 1 in jedem zweiten Sichtfeld. Nicht mehr als 2 im Sichtfeld. Nicht mehr als 10 im Sichtfeld. Nicht mehr als 50 im Sichtfeld. Nicht mehr als 250 im Sichtfeld. Mehr als 250 Zoll das Sichtfeld	1-50 50-200 200-1000 1000-5000 5000-25000 Mehr als 25000
2. Größenkategorie
	Nicht mehr als 1 in jedem 20. Gesichtsfeld. Nicht mehr als 1 in jedem 5. Gesichtsfeld. Nicht mehr als 1 im Gesichtsfeld. Nicht mehr als 3 im Gesichtsfeld. Nicht mehr als 6 im Gesichtsfeld. Mehr als 6 im Gesichtsfeld	Nicht mehr als 2 in 20 Sichtfeldern. Nicht mehr als 1 in 5 Sichtfeldern. Nicht mehr als 1 im Sichtfeld. Nicht mehr als 5 im Sichtfeld. Nicht mehr als 25 im Sichtfeld. Mehr als 25 im Sichtfeld der Ansicht	1-5 6-20 21-100 100-500 500-2500 Mehr als 2500
3. Größenkategorie
	1 von 100 Sichtfeldern 1 von 50 Sichtfeldern Nicht mehr als 1 von 10 Sichtfeldern Nicht mehr als 1 von 4 Sichtfeldern Nicht mehr als 1 von 2 Sichtfeldern Ungefähr 1 pro Sichtfeld	1 von 100 Sichtfeldern 1 von 50 Sichtfeldern Nicht mehr als 1 von 10 Sichtfeldern 1 von 2 Sichtfeldern Nicht mehr als 2 im Sichtfeld Mehr als 2 im Sichtfeld	3-10 10-50 50-200 Mehr als 200

Anwendung

Tabelle 13. Umrechnung quantitativer Abrechnungsergebnisse in Häufigkeitswerte

Anwendung

Beispiel für die Berechnung der Saprobie

Beispiel: Fluss unterhalb der Stadt. Datum ________________ Gemeinschaft: Fouling.

Organismen	S	H	sft
Euglena viridis	P
Scenedesmus acuminatus	β
Spirogyra sygmoidea	β
Closterium acerosum	α
Closterium moniliierum	β
Cyclotella menengiana	α
Cymbella vesiculosa	β
Diatoma vulgare	β
Melosira italica	β
Melosira-Varians	β
Navicula cryptocephala	α
Navicula viridua	α
Nitzschia acicularis	β
Nitzschia palea	α
Surirella ovata	β
Chilidonella cuculata	α
Colpoda cuculus	α
		Sh=41	S(sh)=103

Sh p =3; Sh α =15; Sh β =23.

S=S(sh)/(Sh)-103/41=2,51/

Fehlerberechnung:

Das Genauigkeitsintervall für die statistische Zuverlässigkeit beträgt 95 %.

S=s±t 0,05 s S =2,51±2,02×0,1;

Verwandte Informationen.

Invertase – katalysiert die Reaktionen des hydrolytischen Abbaus von Saccharose in äquimolare Mengen an Glucose und Fructose, beeinflusst auch andere Kohlenhydrate unter Bildung von Fructosemolekülen – ein Energieprodukt für das Leben von Mikroorganismen, katalysiert Fructosetransferase-Reaktionen. Studien vieler Autoren haben gezeigt, dass die Aktivität der Invertase besser als andere Enzyme den Grad der Fruchtbarkeit und biologischen Aktivität von Böden widerspiegelt.[...]

Analysen der Invertase nach einem Jahr deuten auf einen weiteren Rückgang in allen Proben um das 2- bis 3-fache je nach Bodenart hin, was offenbar durch die Erschöpfung des Bodens durch kohlenstoffhaltige Verbindungen erklärt wird.[...]

Aus der Klasse der Hydrolasen wurde die Aktivität der Invertase, die Saccharose in Glucose und Fructose hydrolysiert, und der Urease, die die Hydrolyse von Harnstoff katalysiert, untersucht. Die Aktivität dieser Enzyme im Boden ist sehr gering, bei der Zugabe von Torf steigt sie jedoch proportional zur Dosierung und hängt kaum von der Menge der Mineraldünger ab. Es ist zu beachten, dass die Anwendung der höchsten Dosis (NPKTs sowie CaCOe) keine Vorteile gegenüber geringeren Düngemitteldosen hinsichtlich der Stimulierung der Aktivität von Hydrolasen und Oxidoreduktasen hat.

Für die Strecke Flughafen – Dorf. Kangalassa wurde kein umgekehrter Zusammenhang zwischen der Aktivität von Urease, Invertase und Protease und dem Bleigehalt gefunden. Dies weist darauf hin, dass Blei bei einer Dosis, die den MPC nicht überschreitet, keine hemmende Wirkung hat. Parallel dazu nimmt die Aktivität aller Enzyme und des Bleis mit zunehmender Entfernung von der Schadstoffquelle zu, was in diesem Fall durch einen Anstieg des Humusgehalts im Boden erklärt wird. Es ist bekannt, dass Böden mit hohem Humusgehalt HMs stärker anreichern und sich durch erhöhte FA auszeichnen.[...]

Verbindungen dieser Gruppe hemmen das Wachstum neuer Triebe, reduzieren vorübergehend die Invertaseaktivität in Zuckerrüben und unterdrücken die Chlorophyllbiosynthese. Ihre primäre Wirkung besteht jedoch darin, die Biosynthese aromatischer Aminosäuren zu unterdrücken. Verbindungen wie N-Phosphonmethylglycin unterdrücken diese Synthese, indem sie an den Umwandlungsstellen von Dehydroquinsäure und Prephensäure wirken.

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Wenn große Mengen HCBD sowohl in flüssiger als auch in granulierter Form eingebracht werden, verschwindet die Hemmung der Entwicklung bestimmter Gruppen von Mikroorganismen auch eineinhalb Jahre nach der Begasung nicht. Die Aktivität der Bodenenzyme (Katalase und Invertase) beträgt zu diesem Zeitpunkt gemäß diesen Versuchsvarianten 70–80 % der Aktivität der Enzyme in der Kontrollvariante 5 Monate nach der Einführung großer Mengen an HCBD (flüssig und körnig). , sinkt der Nitratgehalt im Boden, was auf eine Hemmung des Nitrifikationsprozesses hindeutet.[...]

Agrochemische Eigenschaften von Böden wurden nach allgemein anerkannten Methoden bestimmt, pH-Wert von Wasser und Salzextrakten – potentiometrisch, Kohlenstoffgehalt – nach Tyurins Methode, mobiler Stickstoff – nach Bashkin und Kudeyarov, mobiler Phosphor – nach Chirikov, enzymatische Aktivität von Böden (Invertase, Urease und Katalase) - nach Khaziev.[ ...]

Viele Vertreter strahlender Pilze verfügen über ein Amylase-Enzym, mit dem Organismen je nach Kulturart Stärke unterschiedlich stark abbauen. Einige Kulturen zerlegen Stärke in Dextrine, andere in Zucker. Einige Actinomyceten enthalten das Enzym Invertase, das Saccharose in leicht verdauliche Zucker – Glucose und Fructose – spaltet. Es wurde festgestellt, dass Proactinomyceten Saccharose verstoffwechseln können, ohne sie zu zersetzen.[...]

Solche Belastungen spiegelten sich auch im Gehalt mobiler, für Pflanzen zugänglicher Formen von Schwermetallverbindungen wider. Ihre Zahl stieg ebenfalls um das 1,5- bis 2-fache und sogar um das Fünffache. Diese Veränderungen wirkten sich auf die Bodenbiota, die allgemeinen Bodeneigenschaften und die Bodenfruchtbarkeit aus. Insbesondere nahm die Aktivität der Bodenenzyme stark ab: Invertase, Phosphatase, Urease, Katalase; Die CO2-Produktion verringerte sich etwa um das Zweifache. Die Enzymaktivität ist ein guter integraler Indikator für die Umweltsituation im System Boden-Pflanze. Auf kontaminierten Böden ist auch der Ertrag verschiedener Nutzpflanzen stark zurückgegangen. Dadurch sank der Tomatenertrag (c/ha) im Durchschnitt von 118,4 auf 67,2; Gurken - von 68,3 bis 34,2; Kohl - von 445,7 bis 209,0; Kartoffeln - von 151,8 bis 101,3; Äpfel – von 72,4 bis 32,6 und Pfirsiche – von 123,6 bis 60,6.[...]

Unter den Tundraböden der Auen nimmt das Potenzial für biochemische Aktivität von den Böden der Flussauen zu den zentralen und terrassennahen Böden zu. Die enzymatische Aktivität wiederum ist in organischen Auenböden höher als in mineralischen Böden. In den Humushorizonten (0-13 cm) der untersuchten Böden gibt es eine relativ hohe Aktivität von Urease, Invertase, Phosphatase und Dehydrogenase – Enzyme, die an den Stoffwechselprozessen von Stickstoff, Kohlenhydraten, Phosphor und Redox beteiligt sind.[...]

Die Phosphatase-Aktivität ist gering und in den meisten Fällen gibt es keine Phosphatase-Aktivität, was mit einem sehr geringen Gehalt an mobilem Phosphor vor dem Hintergrund eines relativ hohen Gehalts seiner Massenformen in Humus-Torf-Horizonten verbunden ist. Im Gegensatz zu Enzymen, die an den Stoffwechselprozessen von Stickstoff und Phosphor beteiligt sind, entfalten Enzyme des Kohlenwasserstoffstoffwechsels (Invertase) ihre Aktivität bis in den Suprapermafrosthorizont, der durch den Humusgehalt des Profils bestimmt wird.

Die Veränderung der enzymatischen Aktivität des Bodens über die vier Jahre des Experiments ist in der Tabelle dargestellt. 6.8. Wie aus den erhaltenen Ergebnissen hervorgeht, nahm die Aktivität von Urease und Phosphatase ab, aber die Hauptmuster – höhere Aktivität in Varianten ohne Verwendung von EPS bei der Anwendung von Torf und Mineraldüngern und das Fehlen enzymatischer Aktivität in Kontrollvarianten – bleiben bestehen. Gleichzeitig steigt die Aktivität der Invertase, die in der Biogeozänose eine wichtige Rolle im Kohlenstoffkreislauf spielt, im vierten Jahr in fast allen Versuchsvarianten an, auch unter Zugabe von PPS, was ebenfalls die Intensität der Mineralisierungsprozesse bestätigt aus Torf und Universitäten.[... ]

Eine vielversprechende Methode zur Reinigung von Wasser von Schadstoffen aller Art, insbesondere synthetischen, ist der Einsatz immobilisierter (fixierter, unlöslicher) Enzyme – „Enzyme der zweiten Generation“. Die Idee, Enzyme auf einem wasserunlöslichen Träger zu fixieren und so leistungsstarke Katalysatoren in technologischen Prozessen und der Medizin einzusetzen, entstand schon vor langer Zeit. Bereits 1916 wurde Invertase in frisch isoliertem Aluminiumhydroxid an Aktivkohle adsorbiert. Seit 1951 wird die Proteinkonjugation mit Cellulose zur Fraktionierung von Antikörpern und zur Isolierung von Antigenen eingesetzt. Bis vor kurzem gab es nur eine Methode zur Fixierung von Enzymen – die gewöhnliche physikalische Adsorption. Allerdings ist die Adsorptionskapazität bekannter Materialien für Proteine ​​eindeutig unzureichend, die Adhäsionskräfte sind gering und bereits bei geringsten Änderungen der Prozessbedingungen kann es zum Bruch der Bindung zwischen dem Enzym und der Oberfläche des Adsorbens kommen. Daher hat diese Immobilisierungsmethode keine breite Anwendung gefunden. Da sie jedoch einfach ist und offenbar dazu beitragen kann, den Wirkungsmechanismus von Enzymen in lebenden Systemen, Schlamm und Böden aufzuklären, und in einigen Fällen in der Praxis eingesetzt werden kann, sind dies einige Forscher Untersuchung der Adsorption von Enzymen, Suche nach neuen, wirksamen Medien usw.[...]

Angesichts der ausgeprägten und lang anhaltenden physiologischen Veränderungen in Wachstum und Entwicklung, die durch Ethylen verursacht werden, erscheint es nicht überraschend, dass es auch zu Veränderungen in der RNA- und Proteinsynthese sowie in der Enzymaktivität kommt. Die Möglichkeit einer direkten Wirkung von Ethylen auf die Aktivität verschiedener Enzyme, wie Glucosidase, a-Amylase, Invertase und Peroxidase, wurde wiederholt getestet, es wurden jedoch negative Ergebnisse erzielt. Die Synthese einer Reihe von Enzymen stieg jedoch deutlich an. Peroxidase ist eines der Enzyme, die nach Einwirkung von Ethylen relativ schnell synthetisiert werden. In Zitrusfrüchten wird die Synthese der Phenylalanin-Ammoniak-Lyase verstärkt und CO2 und Transkriptionsinhibitoren blockieren diesen Prozess. Im Trenngewebe führt Ethylen zur Bildung von Cellulase. Der Zusammenhang zwischen diesem Effekt und der Anregung des Trennungsprozesses liegt auf der Hand. Zwar kommt es schon vor dem Anstieg der Cellulase-Synthese zu einer beschleunigten Trennung, doch ist dies wahrscheinlich dadurch zu erklären, dass Ethylen auch die Freisetzung von Cellulase aus der gebundenen Form und deren Sekretion in die Interzellularräume bewirkt. Auch die Freisetzung von Amylase aus Gersten-Aleuronzellen wird durch die Wirkung von Ethylen beschleunigt. Die schnellen Wirkungen von Ethylen, beispielsweise die Unterdrückung der Zelldehnung, die bereits nach 5 Minuten auftritt, sind eher mit Auswirkungen auf Membranen als mit Veränderungen in der Proteinsynthese verbunden.[...]

Einer der Gründe für die Giftigkeit von Böden ist bekanntlich ihr Salzgehalt. Verbrauchte Bohrflüssigkeiten und Bohrklein enthalten zum Teil erhebliche Mengen bodengefährdender Mineralsalze. Daher ist es von Interesse, den Einfluss dieses Faktors auf die biologische Produktivität von Böden zu ermitteln. Forschungsergebnisse deuten darauf hin, dass Mineralstoffe in Mengen von mehr als 0,8-4,0 kt/m2 Boden die Invertaseaktivität stark reduzieren und in Mengen von mehr als 1,5-1,6 kg/m2 Boden beginnen, den Ertrag von Anbauflächen erheblich zu beeinträchtigen Ernten.[...]

Honig ist ein kalorienreiches Produkt. Natürlicher Honig ist eine süße, viskose und aromatische Substanz, die Bienen aus Pflanzennektar sowie aus Honigtau oder Honigtau herstellen. Honig kann als kristallisierte Masse erscheinen. Der Wert von Honig liegt in der Tatsache, dass er bakterizide Eigenschaften hat. Daher ist Honig nicht nur ein wertvolles Lebensmittel, sondern auch ein Arzneimittel. Die Hauptbestandteile des Blütenhonigs sind Frucht- und Traubenzucker, von denen er etwa 75 % enthält. Der Kaloriengehalt von Honig beträgt über 3.000 Kalorien. Es enthält Enzyme: Diastase (oder Amylase), Invertase, Katalase, Lipase.[...]

Die Studien wurden im Tal des Unterlaufs des Flusses Sysola (Republik Komi, Subzone mittlere Taiga) durchgeführt. Biochemische Parameter von Böden wurden durch das Aktivitätsniveau von Oxidoreduktasen (Katalase), Hydrolasen (Invertase) und die Freisetzung von CO2 aus der Bodenoberfläche charakterisiert. Während aller Probenahmeperioden wurden die Maximalwerte der katalytischen Aktivität in der Waldstreu des Adl-Bodens festgestellt (4,2–8,6 ml O2/g Boden), dem trockensten in der untersuchten Bodenreihe. Boden-Al war jedoch in allen Probenahmezeiträumen führend in Bezug auf die Invertasewerte (11,9–37,8 mg Glucose/g Boden im AO-Horizont). Im gleichen Boden wurde im Juli ein Maximum der CO2-Freisetzung festgestellt (0,60 ± 0,19) kg/ha-Stunde. Anhand des integralen BAP-Indikators, der alle Parameter der biologischen Aktivität berücksichtigt, wird gezeigt, dass die aktivsten biologischen Prozesse während aller Probenahmezeiträume im Al-Boden ablaufen, der im hydrothermischen Regime eine Zwischenstellung zwischen den Adl- und Alb-Böden einnimmt .[...]

Die Destabilisierung des Nitrifikationsprozesses stört den Eintritt von Nitraten in den biologischen Kreislauf, dessen Menge die Reaktion auf Veränderungen in der Umgebung des Denitrifiziererkomplexes bestimmt. Enzymsysteme von Denitrifizierern reduzieren die Geschwindigkeit der vollständigen Wiederherstellung, wodurch in der Endphase weniger Lachgas entsteht, was erhebliche Energiekosten erfordert. Infolgedessen erreichte der Lachgasgehalt in der oberirdischen Atmosphäre erodierter Ökosysteme 79–83 % (Kosinova et al., 1993). Die Entfremdung einiger organischer Stoffe aus Tschernozemen unter dem Einfluss der Erosion spiegelt sich in der Wiederauffüllung des Stickstofffonds während der photo- und heterotrophen Stickstofffixierung wider: aerob und anaerob. In den ersten Erosionsstadien wird gerade die anaerobe Stickstofffixierung aufgrund der Parameter des labilen Teils der organischen Substanz schnell unterdrückt (Khaziev, Bagautdinov, 1987). Die Aktivität der Enzyme Invertase und Katalase nahm in stark ausgewaschenen Chernozemen im Vergleich zu ungewaschenen um mehr als 50 % ab. In grauen Waldböden nimmt die Invertaseaktivität mit zunehmender Erosion am stärksten ab. Wenn in schwach erodierten Böden die Aktivität mit zunehmender Tiefe allmählich abnimmt, ist die Invertaseaktivität in stark erodierten Böden sehr gering oder wird im Untergrund nicht festgestellt. Letzteres ist mit der Entstehung von Illuvialhorizonten mit extrem geringer Enzymaktivität an der Tagesoberfläche verbunden. Es gab keine eindeutige Abhängigkeit der Aktivität der Phosphatase und insbesondere der Katalase vom Grad der Bodenerosion (Lichko, 1998).[...]

Die Grundstoffe in Flechten sind im Allgemeinen die gleichen wie in anderen Pflanzen. Die Hyphenmembranen im Flechten-Thallus bestehen hauptsächlich aus Kohlenhydraten. Chitin (C30 H60 K4 019) kommt häufig in Hyphen vor. Ein charakteristischer Bestandteil von Hyphen ist das Polysaccharid Lichenin (C6H10O6)n, Flechtenstärke genannt. Ein weniger verbreitetes Isomer von Lichenin, Isolichenin, kommt zusätzlich zu den Hyphenmembranen im Protoplasten vor. Von den hochmolekularen Polysacchariden in Flechten, insbesondere in den Membranen von Hyphen, kommen Hemicellulosen vor, bei denen es sich offensichtlich um Reservekohlenhydrate handelt. In den Interzellularräumen einiger Flechten wurden Pektinsubstanzen gefunden, die große Mengen Wasser aufnehmen, den Thallus aufquellen lassen und verschleimen. Auch in Flechten kommen viele Enzyme vor – Invertase, Amylase, Katalase, Urease, Zymase, Lichenase, darunter auch extrazelluläre. Von den stickstoffhaltigen Substanzen wurden viele Aminosäuren in den Hyphen von Flechten gefunden – Alanin, Asparaginsäure, Glutaminsäure, Lysin, Valin, Tyrosin, Tryptophan usw. Der Phycobiont produziert in Flechten Vitamine, jedoch fast immer in geringen Mengen. [...]

Bei den Versuchen wurde festgestellt, dass halbflüssige und feste Bohrabfälle einen äußerst negativen Einfluss auf die biologische Produktivität von Böden haben. Es ist bekannt, dass in Abfällen enthaltenes Öl und Ölprodukte die größten negativen Auswirkungen haben. Diese Schadstoffe reduzieren die Aktivität von Redox- und Hydrolyseenzymen erheblich, was zur Unterdrückung der mikrobiologischen Aktivität des Bodens führt. Dieser Effekt ist bei Abfällen, die mehr als 4-5 % Öl und Erdölprodukte enthalten, ausgeprägt. Bei einem geringeren Gehalt dieses Schadstoffes kommt es typisch für einen Zeitraum von 3 bis 6 Monaten zu einer Verringerung der biologischen Produktivität der betrachteten Bodentypen und anschließend zu einer verstärkten Vermehrung stickstofffixierender, denitrifizierender und sulfatreduzierender Bakterien , die Öl und seine Derivate als Kohlenstoff- und Energiequelle nutzen. Dadurch kommt es zu einer allmählichen Oxidation und Mineralisierung des Öls. Gleichzeitig nehmen natürlicherweise die Ernteerträge und die Invertaseaktivität ab. Wenn der Abfall mehr als 5 % Öl und Erdölprodukte enthält, wird auch nach einem Jahr keine sichtbare Aktivität der kohlenwasserstoffoxidierenden Bakterienmikroflora beobachtet. Dieser Grad der Abfallverschmutzung ist kritisch und erfordert daher den Einsatz spezieller agrotechnischer und agrochemischer Techniken, die die biologische Produktivität der Böden stimulieren (Ausbringung von stickstoff-, phosphor- und kaliumhaltigen Düngemitteln; intensive Belüftung der Ölverschmutzungszone; Aussaat spezieller Gräser die Aktivität der kohlenwasserstoffverdauenden bakteriellen Mikroflora steigern).[ ...]

Untersuchung des Mechanismus und der Art des Einflusses von halbflüssigen (verbrauchten Bohrflüssigkeiten) und festen (Bohrabfällen) Bohrabfällen, d. h. Bei solchen Abfällen, die bei ihrer Entsorgung in Schlammgruben mit mineralischem Boden verfüllt werden, wurden Vegetationsfeld- und Feldstudien zur biologischen Produktivität von Böden durchgeführt und auf dieser Grundlage eine Reihe agrotechnischer Maßnahmen zur Sanierung kontaminierter Flächen entwickelt . Die Experimente wurden nach Standardmethoden durchgeführt. Wir experimentierten mit Bohrabfällen unterschiedlicher Kontamination mit Öl und Erdölprodukten (OP), organischem Kohlenstoff (Indikator für den chemischen Sauerstoffbedarf – COD) und Mineralsalzen (Indikator für kalzinierte Rückstände – PO), die dem Boden in einem 1: 1 Verhältnis. Die Bandbreite und der Grad der kontaminierten Abfälle sind wie folgt: für NG1 – 1,0–12,0 %; nach CSB - 20,0 - 60,0 kg/m3; laut Software (berechnet pro Bodenflächeneinheit) - 0,4-1,6 kg/m2 Boden. In den Studien wurden drei Bodenarten verwendet, d. h. die häufigsten Bodenarten, auf denen in Gebieten mit aktiver landwirtschaftlicher Nutzung Land gebohrt wird. Integrale Indikatoren für die biologische Produktivität von Böden waren der Ertrag an Standardgerste der Sorte „Courier“ und die Aktivität der Invertase, die nach einer bekannten Methode bestimmt wurde.[...]

Trotz der engen Beziehung zwischen Flechten und dem Substrat, auf dem sie sich niederlassen, ist jedoch noch nicht mit Sicherheit geklärt, ob Flechten das Substrat nur als Bindungsort nutzen oder ihm einige lebensnotwendige Nährstoffe entziehen. Einerseits lässt die Fähigkeit von Flechten, auf nährstoffarmen Substraten zu wachsen, vermuten, dass sie das Substrat lediglich als Anhaftungsort nutzen. Andererseits ist jedoch die selektive Toleranz der Flechten während der Besiedlung, die strikte Bindung der meisten von ihnen an ein bestimmtes Substrat, die Abhängigkeit der Artenzusammensetzung der Flechtenvegetation nicht nur von den physikalischen, sondern auch von den chemischen Eigenschaften von Das Substrat lässt unwillkürlich darauf schließen, dass Flechten das Substrat und seine zusätzliche Energiequelle nutzen. Dies wird durch biochemische Studien der letzten Jahre bestätigt. Es stellte sich beispielsweise heraus, dass die gleiche Flechtenart, die auf verschiedenen Baumarten wächst, unterschiedliche Zusammensetzungen der Flechtensubstanzen aufweisen kann. Ein noch offensichtlicherer Beweis ist die Entdeckung extrazellulärer Enzyme in Flechten, die an die äußere Umgebung abgegeben werden. Extrazelluläre Enzyme wie Invertase, Amylase, Cellulase und viele andere sind in Flechten weit verbreitet und weisen eine relativ hohe Aktivität auf. Darüber hinaus sind sie, wie sich herausstellte, im unteren Teil des Thallus am aktivsten, mit dem die Flechte am Untergrund befestigt wird. Dies weist auf die Möglichkeit eines aktiven Einflusses des Flechten-Thallus auf das Substrat hin, um diesem zusätzliche Nährstoffe zu entziehen.

Die enzymatische Aktivität von Böden ist einer der Indikatoren für die potenzielle biologische Aktivität von Böden und charakterisiert die potenzielle Fähigkeit des Systems, die Homöostase aufrechtzuerhalten.

Im Boden reichert sich ein bestimmter „Pool“ von Enzymen an, dessen qualitative und quantitative Zusammensetzung für einen bestimmten Bodentyp charakteristisch ist.

Die Art der Wirkung von Erdölkohlenwasserstoffen auf Bodenenzyme wird hauptsächlich durch die chemische Struktur der Kohlenwasserstoffe bestimmt. Das mächtigste

356 Teil I. Beispiele für die Anwendung der VAS-Biotechnologie in Wissenschaft und Produktion

Bei unseren Inhibitoren handelt es sich um aromatische Verbindungen, deren negative Wirkung sich auf alle betrachteten redox- und hydrolytischen Enzyme äußert. n-Paraffin- und Cycloparaffin-Fraktionen hingegen wirken vor allem in geringen Konzentrationen überwiegend aktivierend. Ein weiterer Faktor, der die Art der Auswirkungen der Ölverschmutzung bestimmt, sind die Eigenschaften des Bodens selbst und vor allem seine natürliche Pufferkapazität. Böden mit hoher Pufferkapazität reagieren weniger stark auf Verschmutzungen.

Ölverunreinigungen beeinflussen die enzymatische Aktivität im gesamten Bodenprofil. Wenn Böden mit Öl verschmutzt sind, wird der Austausch grundlegender organischer Elemente im Boden gestört: Kohlenstoff, Stickstoff, Phosphor. Dies wird vor allem durch Veränderungen in der Aktivität der an ihrem Kreislauf beteiligten Enzymkomplexe belegt.

Die Aktivität einiger Enzyme: Katalase, Urease, Nitrit- und Nitratreduktase, Amylase kann als Indikatoren für die Bodenverunreinigung mit Öl verwendet werden, da der Grad der Aktivitätsänderung dieser Enzyme direkt proportional zur Schadstoffdosis und der Zeit ist es bleibt im Boden. Darüber hinaus stellt die Bestimmung der Aktivität der untersuchten Enzyme keine methodischen Schwierigkeiten dar und kann in großem Umfang zur Charakterisierung von mit Erdölkohlenwasserstoffen kontaminierten Böden eingesetzt werden.

Redox-Enzyme. Es ist bekannt, dass der Abbau von Erdölkohlenwasserstoffen im Boden mit Redoxprozessen verbunden ist, an denen verschiedene Enzyme beteiligt sind. Die wichtigsten und am weitesten verbreiteten Ölabbauer in Bodenmikroorganismen sind die Enzyme Dehydrogenase und Katalase. Der Grad ihrer Aktivität im Boden ist ein bestimmtes Kriterium für den Zustand des Bodens in Bezug auf seine Selbstreinigungsfähigkeit von Erdölinhaltsstoffen: Dehydrogenase ist direkt an der Zersetzung von Kohlenwasserstoffen beteiligt, und unter Beteiligung von Katalase entsteht hochaktiver Sauerstoff stellt Mikroorganismen, die an den Prozessen der Kohlenwasserstoffzersetzung beteiligt sind, verfügbaren Sauerstoff zur Verfügung.

Als Ergebnis von Experimenten von N.A. Kireeva wurde festgestellt, dass 3 Tage nach der Ölverschmutzung die Aktivität der Redoxenzyme im Boden im Vergleich zum Kontrollboden merklich abnimmt. Diese Veränderungen bleiben ein Jahr nach der Kontamination bestehen. Ein Jahr nach Beginn der Experimente steigt die Aktivität der Redoxenzyme jedoch leicht an, die Unterschiede zwischen der Aktivität von Katalase und Dehydrogenase im Boden der Kontroll- und leicht verschmutzten Varianten nehmen merklich ab, was auf die Fähigkeit des Bodenökosystems hinweist Wiederherstellung der biologischen Aktivität auf das ursprüngliche Niveau innerhalb eines Jahres bei geringer Verschmutzung.

Enzyme des Stickstoffstoffwechsels. Im Boden finden sich hydrolytische und Redox-Enzymsysteme, die die sequenzielle Umwandlung stickstoffhaltiger organischer Substanzen über Zwischenstufen in die mineralische Nitratform und umgekehrt durchführen und dabei Nitratstickstoff zu Ammoniak reduzieren.

Am besten untersucht ist Urease, ein Enzym, dessen Wirkung mit den Prozessen der Hydrolyse und Umwandlung von Harnstoffstickstoff in eine zugängliche Form verbunden ist. In ölkontaminierten Böden steigt die Ureaseaktivität sowohl in Feld- als auch in Laborversuchen bei allen betrachteten Böden. Die Änderung der Aktivität dieses Enzyms steht in vollem Einklang mit der Zunahme der Anzahl heterotropher Mikroorganismen, der Zunahme des Gehalts an Ammoniakformen von Stickstoff und des Gesamtstickstoffs in kontaminierten Böden. Die Aktivität anderer hydrolytischer Enzyme des Stickstoffstoffwechsels – Protease, Asparaginase, Glutaminase – nimmt unter dem Einfluss der Ölverschmutzung ab.

Eine wichtige Rolle im Stickstoffstoffwechsel im Boden spielen die Redoxenzyme Nitratreduktase, Nitritreduktase und Hydroxylaminreduktase, die unter anaeroben Bedingungen an der Reduktion oxidierter Stickstoffformen zu Ammoniak beteiligt sind. Eine Bodenverunreinigung mit Öl hat einen zweideutigen Einfluss auf diese Enzyme. Die Aktivität der Nitratreduktase und Nitritreduktase nimmt ab und die Aktivität der Hydroxylaminreduktase nimmt zu.

Die Aktivität von Urease, Nitrit und Nitratreduktase kann als einer der diagnostischen Indikatoren für die Bodenverschmutzung mit Öl herangezogen werden, da diese Enzyme erstens weniger anfällig für Umwelteinflüsse sind und zweitens eine klare Abhängigkeit ihrer Aktivität von der Grad der Bodenverschmutzung.

Aktivität hydrolytischer Enzyme, die am Kohlenstoffkreislauf beteiligt sind. Die Hauptrolle im Kohlenstoffkreislauf im Boden spielen Carbohydrasen, die Kohlenhydrate unterschiedlicher Art und Herkunft abbauen.

Unmittelbar nach der Kontamination dunkelgrauer Waldböden wurden keine signifikanten Unterschiede zwischen der Invertaseaktivität von Böden kontaminierter und nicht kontaminierter Varianten festgestellt. Der Anstieg der Aktivität nach einem Jahr bei Proben mit schwacher und mittlerer Belastung ist vermutlich auf den intensiven Abbau abgestorbener Pflanzenreste zurückzuführen. Eine hohe Ölkonzentration, die stärker zur Entstehung von Anaerobiose führt als niedrige und mittlere Konzentrationen, schafft limitierende Bedingungen für die Entwicklung

aerobe Cellulose abbauende Mikroorganismen mit reichlich Substrat. Dies könnte die beobachtete Abnahme der Invertaseaktivität in dieser Variante erklären. Die Aktivität von Cellulase und Amylase nimmt ab, wenn sie Öl ausgesetzt werden.

Die Betrachtung der Funktion von nur drei Hauptenzymen des Kohlenhydratstoffwechsels beim Eindringen von Erdölkohlenwasserstoffen in den Boden weist daher auf tiefgreifende Veränderungen im Boden hin. Die Zersetzungsprozesse von Pflanzenresten verlangsamen sich, was zu einer veränderten Umwandlung organischer Verbindungen in Richtung Verfall führt. Es besteht eine klare Abhängigkeit der Aktivität von Kohlenhydraten vom Grad der Bodenverschmutzung mit Öl.

Phosphohydrolasen. Im Boden liegt Phosphor in Form anorganischer und organischer Verbindungen vor. Unzugängliche Formen von Phosphor werden von Pflanzen aufgrund der Aktivität von Phosphohydrolasen aufgenommen, die Phosphor aus organischen Verbindungen abspalten. Die Verunreinigung grauer Waldböden mit Öl verringert die Phosphataseaktivität. Der Grund für diese Abnahme der Phosphatase-Aktivität kann entweder die Umhüllung von Bodenpartikeln mit Öl sein, die die Substratzufuhr verhindert, oder die hemmende Wirkung von Schwermetallen, deren Konzentration in ölverunreinigten Böden zunimmt. Der beobachtete Rückgang der Phosphataseaktivität ist einer der Gründe für den Rückgang des Gehalts an verfügbarem Phosphor in ölverseuchten Böden. Ein Jahr nach der Kontamination bleibt die Phosphataseaktivität auf einem niedrigen Niveau und der Gehalt an verfügbarem Phosphor nimmt mit zunehmender Öldosis ab.

Erdölkohlenwasserstoffe hemmen die Aktivität von DNase, RNase und ATPase.

So führt das Eindringen von Öl in den Boden zu einer Störung des Phosphorhaushalts des Bodens, einer Verringerung des Gehalts an mobilen Phosphaten und der Inaktivierung von Phosphohydrolasen. Dadurch verschlechtert sich die Phosphorernährung der Pflanzen und ihre Versorgung mit verfügbaren Phosphorformen.